Die Verschmutzung der Umwelt durch verschiedenste Substanzen ist ein zentrales Thema der heutigen Zeit. Der Mensch bringt durch industrielle Prozesse, der Nutzung bestimmter Substanzen in der Landwirtschaft sowie der Anwendung von Medikamenten in der Massentierhaltung unterschiedlichste Schadstoffe in die Natur ein. Diese Verunreinigungen können durch ihre Anwesenheit oder spezifische Wirkung negative Effekte auf die Umwelt sowie Lebewesen ausüben und gelangen durch verschiedene Kreisläufe wieder zurück zum Menschen. Die Detektion solcher Stoffe in Umweltproben oder Lebensmitteln ist somit für die Aufdeckung ihrer Eintragungswege sowie Verbreitung essentiell. Dafür nutzt man bereits Analysemethoden wie die Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) oder Massenspektrometrie (MS). Beide Verfahren bieten eine präzise Untersuchung und können sogar geringste Spuren verschiedener Substanzen ermitteln. Dafür werden jedoch geschultes Personal, umfangreiches Laborequipment sowie sehr teure Messinstrumente benötigt. Zusätzlich beanspruchen die Analysen eine gewisse Zeit und können nicht flexibel oder mobil eingesetzt werden. Untersuchungsmethoden, welche diese Nachteile nicht aufweisen, stützen sich auf die Sensorik mittels biologischer Elemente. Sie stellen schnelle, einfache, vergleichsweise preisgünstige sowie vor Ort einsetzbare Analyseplattformen dar. Diese werden auch als Biosensoren bezeichnet und basieren auf einem aufeinander abgestimmten Zusammenspiel aus verschiedenen Komponenten. Die Grundlage des Erkennens eines Analyten bieten dabei die Biorezeptoren. Diese können aus ganzen Mikroorganismen, isolierten Proteinen wie Enzymen oder Antikörpern oder auch kurzen DNA- oder RNA-Molekülen bestehen. Sie übernehmen das ‚sensing‘ und ermöglichen die Erzeugung eines Signals. Dieses wird anschließend von einem weiteren Sensor, dem Transducer, in ein sicht- oder messbares Signal umgewandelt. Final kann es noch mittels einer dritten Komponente zur Signalverstärkung und -verarbeitung kommen. Biosensoren gewährleisten somit neben einer qualitativen auch eine quantitative Auswertung von verschiedensten Analyten. Auf Grundlage der Probleme durch Verunreinigungen von Umwelt sowie Lebensmitteln war das Ziel der hier vorgelegten Arbeit geeignete Biorezeptoren in Form von kurzen einzelsträngigen RNA-Sequenzen zu entwickeln. Diese werden auch als Aptamere bezeichnet und ihre Nutzung als Erkennungselemente in Biosensoren machen diese zu Aptasensoren. Aptamere sind in der Lage eine Vielzahl von verschiedenen Liganden zu binden. Dazu zählen ganze Zellen, Proteine, aber auch Ionen oder kleine molekulare Verbindungen. Im Rahmen dieser Arbeit wurden letztere als Zielmoleküle für RNA-Aptamere ausgewählt. Dabei wurde sich genauer auf die Substanzklassen der synthetischen Süßungsmittel als Zuckerersatzstoffe, die Bisphenole, welche zur Herstellung von Kunstoffen benötigt werden sowie die in Human- und Veterinärmedizin genutzten Antibiotika festgelegt. Die einzelnen Vertreter dieser Klassen waren Acesulfam K, Cyclamat, Saccharin und Sucralose als Süßstoffe, die Bisphenole A, F, S und 4-Hydroxyaceto-phenon, ein Abbauprodukt von Bisphenol A, sowie die Antibiotika Kanamycin A und Levofloxacin. Einige dieser Stoffe können bereits in der Umwelt detektiert werden und verursachen teilweise Schäden in der Natur sowie Lebewesen oder werden diesbezüglich verdächtigt. Sie stellen somit interessante Analyten für Aptamer-basierte Biosensoren dar. Ausgangspunkt für die Entwicklung entsprechender Aptamere bildeten verschiedene in vitro Selektionen von Liganden-bindenden RNA-Molekülen, welche aus einer umfangreichen Sequenz-Bibliothek stammten. Die dafür verwendete Methode leitete sich von der 1990 entwickelten SELEX (systematic evolution of ligands by exponential enrichment) ab. Sie wird als Capture-SELEX bezeichnet und basiert auf einem iterativen Prozess. Dieser umfasst die Immobilisierung von RNA-Molekülen, Elution dieser durch Interaktion mit dem gewählten Liganden, Amplifizierung der selektierten Sequenzen sowie ihrer Verwendung als neuer RNA-Pool für die nächste Selektionsrunde. Dies führte für die Zielmoleküle Bisphenol A, Kanamycin A sowie Levofloxacin zu einer Anreicherung von potentiellen Aptameren. Im Falle der Selektion gegen Bisphenol A kam es jedoch nicht zur Bindung an den Liganden selbst sondern Ethanol, welches für die Löslichkeit des Bisphenols in wässriger Lösung benötigt wurde. Aufgrund dieser Erkenntnis wurden weitere Schritte der Entwicklung eines RNA-Aptamers auf einwertige Alkohole als Liganden ausgerichtet. Neben Ethanol wurden so auch Isopropanol und Methanol als Zielmoleküle in Capture-SELEX-Experimenten untersucht. Für Letzteres konnte keine Bindung zwischen RNA und dem Liganden festgestellt werden. Somit konnten mittels Klonierung und Sequenzierung für Ethanol sowie Isopropanol sechs verschiedene RNA-Sequenzen identifiziert werden. Sie wurden nach ihrer Fähigkeit zwischen beiden Alkoholen zu unterscheiden bewertet. Dies führte zu dem bevorzugt Isopropanol-bindenden ‚Aptamer I‘. Anhand der Vorhersage einer Sekundärstruktur wurden anschließend verschiedene Verkürzungen des Aptamers I vorgenommen. Diese wurden erneut auf ihre Fähigkeit untersucht, Ethanol und Isopropanol als Liganden zu unterscheiden. Bestimmte Verkürzungen führten dabei zum Verlust der Bindungsfähigkeit der RNA zu den verwendeten Liganden. Andere zeigten zwar noch eine Bindung, aber keine Verbesserung der Spezifität. Die Möglichkeit, dass es sich bei den einwertigen Alkoholen Ethanol und Isopropanol um Liganden handelt, die in der Lage sind, unspezifische Wechselwirkungen mit der RNA zu bilden, sollte in Betracht gezogen werden. Daher sind weitere Untersuchungen erforderlich, um festzustellen, ob es sich um eine "klassische" Aptamer-Liganden-Bindung handelt. Die in vitro Selektion gegen Levofloxacin führte zu einer Anreicherung von Zielmolekül-bindenden Aptameren. Anschließend wurde die gesamte Selektion mittels Next Generation Sequencing analysiert. Die daraus resultierenden Daten wurden anschließend in der Kooperation mit der Arbeitsgruppe ‚Selbstorganisierende Systeme‘ des Fachbereichs Elektrotechnik und Informationstechnik bioinformatisch ausgewertet. Zusätzlich zu der Evaluation des Anreicherungsprozesses Levofloxacin-bindender RNA-Moleküle wurden acht verschiedene Sequenzen potentieller Aptamere identifiziert. Diese wurden auf ihre Fähigkeit getestet, zwischen zwei sehr ähnlichen Liganden zu unterscheiden. Dabei wurde neben dem eigentlichen Zielmolekül das strukturell sehr ähnliche Ciprofloxacin verwendet. Daraus ergab sich das Aptamer LXC, welches die beste Unterscheidungsfähigkeit und für die Bindung zu Levofloxacin eine Dissoziationskonstante im niedrigen mikromolaren Bereich aufwies. Anhand der vorhergesagten Sekundärstruktur von LXC wurden anschließend Verkürzungen sowie Mutationen der Sequenz durchgeführt. Diese wurden mittels isothermaler Titrationskalorimetrie (ITC) untersucht. Daraus resultierte final das Levofloxacin-bindende Aptamer trLXC. Anhand der ITC-Mutationsstudien sowie den darauffolgenden In-line Probing-Experimenten konnte die vorhergesagte Sekundärstruktur bestätigt werden. Weiterhin war eine Identifizierung von Regionen, welche an der Bindung des Liganden beteiligt sind, möglich. Somit konnte erfolgreich ein Levofloxacin-bindendes Aptamer, welches für den Einsatz als Rezeptor in einem Biosensor bereit ist, entwickelt und charakterisiert werden.